Anasayfa » Yayınlar

Soğuk atmosferik plazmanın dental uygulamaları

Titanyum yüzeye uygulanan plazma işleminin implant malzemesini çevreleyen doku üzerindeki etkisi

Yazarlar: Hitomi Tsujita, Hiroshi Nishizaki, Akiko Miyake, Seiji Takao, Satoshi Komasa

Yayın: Tsujita, H.; Nishizaki, H.; Miyake, A.; Takao, S.; Komasa, S. Effect of Plasma Treatment on Titanium Surface on the Tissue Surrounding Implant Material. International Journal of Molecular Sciences, 2021, 22, 6931. doi: 10.3390/ijms22136931.

Yayının tamamı için: https://www.mdpi.com/1422-0067/22/13/6931

Özet

Aşağıdaki metin, AIR (activatio İmplant yerleştirildikten sonra ilk stabiliteyi sağlamak için erken osseointegrasyon (canlı kemik ile yük taşıyan yapay bir implantın yüzeyi arasındaki doğrudan yapısal ve fonksiyonel bağlantı) önemlidir. Atmosferik basınçlı plazma işleminin titanyuma süper hidrofiliklik kazandırdığı daha önce tarafımızdan bildirilmiştir. Bu çalışmada, atmosferik basınçlı plazma işlemiyle süperhidrofiliklik kazandırılan titanyum implant malzemesinin, sıçan femurunda çevre doku üzerindeki etkileri incelenmiştir. Kontrol ve deney grupları sırasıyla, plazma işlemine tabi tutulmamış ve piezobrush kullanılarak atmosferik basınçlı plazma işlemine tabi tutulmuş olan vidaları içermektedir. İn vivo deneyler için 8 haftalık erkek Sprague-Dawley sıçanlarının femurları kullanılmıştır. Mikro-CT analizinden hazırlanan çeşitli veriler, test grubunda kontrol grubuna göre daha fazla yeni kemiğin oluştuğunu yansıtan sonuçlar göstermiştir. Benzer sonuçlar histolojik analizde de gösterilmiştir. Sonuç olarak, atmosferik basınçlı plazma ile işleme tabi tutulan titanyum vida, in vivo düzeyde bile yüksek sert doku farklılaşmasını sağlayabilmiştir. Bu yöntem, implant yerleştirilmesinden sonra ilk stabiliteyi sağlamak için faydalı olabilecektir.  n image recording) yönteminin çeşitli teknik sorunları çözmek için nasıl kullanılabileceğini gösteren bir araştırma çalışmasını özetlemektedir. 

Giriş

Birçok araştırmacı, implant malzemelerinin yüzey modifikasyonunun, arayüzde kemik oluşumunu ve onarımını etkilediğini ve dolayısıyla osseointegrasyonda önemli bir rol oynadığını göstermiştir [1–5]. Çok sayıda bildiri, malzeme yüzeyleri ve çeşitli hücreler arasındaki ilişkiyi araştırmıştır [6-11]. Malzeme yüzeyinin yüzey pürüzlülüğündeki değişikliklerin, artan kemik iliği hücre yapışmasına ve farklılaşmasına katkıda bulunduğu bildirilmiştir. İmplantların ana malzemelerinden biri olan titanyum yüzeyinin yüzey pürüzlülüğünde bir artış olduğunda, başlangıçtaki yapışma, çoğalma, kemikle ilgili hücrelerin farklılaşması ve protein emiliminin de arttığı bildirilmiştir [12-15]. Komasa ve diğ. ultraviyole (UV), atmosferik basınçlı plazma ve alkali işlemleri ile modifiye edilen titanyum ve nano yapılı zirkonya/alümina kompozit (NANOZR) implant malzemelerinin, implantı çevreleyen dokuda erken sert doku oluşumunu destekleyebileceğini bildirmişlerdir [16-25]. Yaygın olarak kullanılan diğer yüzey işleme yöntemleri arasında asitle aşındırma, kumlama, anotlama, fiziksel buhar biriktirme (PVD), kalsiyum fosfat kaplama ve hidroksiapatit (insan diş ve kemiklerinde bulunan doğal bir kalsiyum minerali, kalsiyum fosfat hidroksit) kaplama bulunmaktadır [1–11].

Hidrofilizasyon, titanyum malzemeler için klinisyenler (klinik tedavi uzmanları) tarafından uygulanabilen bir yüzey işleme yöntemi olarak bilinmektedir [26-28]. Malzeme yüzeyinin süperhidrofilik işlemi, hücre bağlanma proteinlerinin ve kemik proteinlerinin yapışmasını arttırmaktadır [29,30]. İmplant çevresindeki osseointegrasyonun, epitel adezyonun baskılanmasının ve yumuşak dokunun bakteriyel adezyonunun indüklendiği bildirilmiştir ve klinik uygulamalar büyük bir beklentidir. Bir malzemenin yüzeyine hidrofiliklik kazandırmak için uygulanan fiziksel modifikasyon yöntemlerinin örnekleri arasında düşük sıcaklıklı atmosferik basınçlı plazma yöntemi ve ultraviyole (UV) ışınlama yöntemi yer almaktadır. Kimyasal modifikasyon yöntemleri arasında hidrojen peroksit çözeltisine daldırma yöntemi ve NaOH çözeltisi ile işleme yöntemi bulunmaktadır [31,32]. Ancak klinisyenlerin dikkatini çeken yöntemler, düşük sıcaklık atmosferik basınçlı plazma işlemi ve UV işlemi gibi malzeme kontaminasyon riski düşük olan fiziksel modifikasyon yöntemleridir. Düşük sıcaklıklı atmosferik basınçlı plazma yönteminde, serbest moleküller, plazma oluşturmak için düşük voltaj altında zayıf bir elektrik alanı ile ayrışmaktadırlar. Örneğin plazma işlemi, atmosferik basınç altında, havaya yüksek bir voltaj uygulandığı için iyonize elektronlar ve katyonlar üretmektedir [33-36]. Ozon plazma tarafından oluşturulur ve plazmadan üretilen aktif oksijenin redoks reaksiyonu, organik maddenin ayrışmasına neden olur ve hidroksil grupları üretir. UV ışınlama yönteminde, fotokataliz yoluyla üretilen oksijen radikalleri, organik bileşiklerin moleküler bağlanma bölgelerinde hemen oksitlenir, UV ışınlaması ile parçalanır ve hidroksil grupları oluşturur. Bu reaksiyonlar yüzeyi aktive eder ve Van der Waals kuvveti ile yüzeyin yapışkanlığını ve ıslanabilirliğini iyileştirir. Her iki yöntemin de yararlılığını inceleyen az sayıda çalışma olmasına karşın, kuvars kristal mikro balans (Quartz Crystal Microbalance, QCM) sisteminin kullanıldığı son araştırmada Matsumoto ve diğ. bu yöntemi titanyum yüzeyler için bir işlem olarak incelemişlerdir [37]. Materyal yüzeyine damlatıldıktan hemen sonra zaman içinde gözlemlendiğinde, osseointegrasyona dahil olan materyalin, plazma ile işlenmiş titanyum yüzeyinde yüksek yapışma dayanımı gösterdiği açıklığa kavuşturulmuştur [37].

Plazma işleminin uygulama yelpazesi genişlemeye devam etmektedir ve sadece diş alanında değil, aynı zamanda diğer çeşitli alanlarda da uygulanmaktadır. Titanyum yüzeyine uygulanan plazma işleminin implantı çevreleyen dokuyu nasıl etkilediği çeşitli yayınlarda incelenmiştir [38-40]. Plazma işleminin etkisi, ablasyon ve malzeme yüzeyindeki yüzey aktivitesinin etkileri ile hidrofobik malzemeleri hidrofilik hale getirmektir. Plazma işleminin malzeme yüzeyi üzerindeki etkisi açıklığa kavuşturulmuş olmakla birlikte, cihazların büyük boyutu klinisyenler için dezavantajlıdır. Bu çalışmada kullanılan cihaz piezobrush'tır. Bu cihaz pratik bir model olduğu için günlük klinik pratikte oldukça kullanışlıdır. Geçmiş bildirilerde, Ujino ve diğ., titanyumun bu cihazla işlenmesinin, malzemenin yüzeyindeki kirleticileri ortadan kaldırdığını ve hidrofiliklik kazandırdığını göstermişlerdir [41]. Plazmayla işlenmiş olan bu yüzeyin, sıçan kemik iliği hücrelerinin (RBMC'ler) başlangıç yapışmasını ve farklılaşma indüksiyonunu teşvik ettiği de açıklanmıştır [41]. Ek olarak, Takao ve diğ. ve Zeng ve diğ., bu cihazı kullanmış ve metal alerjisi olan hastalarda kullanılması beklenen hem titanyum hem de NANOZR üzerinde plazma işleminin etkisini netleştirmişlerdir [42,43]. Ancak klinisyenlerin piezobrush'ı güvenle kullanabilmeleri için atmosferik basınçlı plazma işleminin implantı çevreleyen dokular üzerindeki etkileri in vivo düzeyde incelenmelidir. Atmosferik basınçlı plazma işleminin in vitro ve in vivo seviyelerde implant materyalleri üzerinde nasıl bir etki yarattığı konusunda daha ileri çalışmalara ihtiyaç vardır.

Bu çalışmada, piezobrush ile plazma işlemine tabi tutulan titanyum vidaların, implantı çevreleyen doku üzerindeki etkisi incelenmiştir.

Sonuçlar

2.1. Numune Hazırlama

Titanyum yüzeyine uygulanan atmosferik basınçlı plazma işleminin malzemenin yüzeyini nasıl etkileyeceği araştırılmıştır. Taramalı elektron mikroskobu (SEM) analiz sonuçları Şekil 1'de gösterilmiştir. Titanyum vidanın yüzey yapısında plazma işleminden dolayı oluşan herhangi bir farklılık gözlenmemiştir. X-ışını fotoelektron spektroskopisi (XPS) analiz sonuçları Şekil 2'de gösterilmiştir. Test grubu karbonda bir azalma göstermiştir, bu sonuç malzemenin yüzeyinde bir kirletici olduğuna işaret etmektedir. Titanyum vidanın yüzeyindeki temas açısı sonuçları Şekil 3’te görülmektedir. Test grubunun temas açısı 32° iken deney grubu süperhidrofiliklik göstermiştir.

Şekil 1. Titanyum vidanın SEM görüntüleri. Plazma işlemi uygulanmış numuneler; (a,c), plazma uygulanmamış numuneler; (b,d). İmplant yüzeyi düşük (x50) ve yüksek (x200) büyütme ile incelendiğinde plazma işlemi sebebiyle malzeme yüzeyinde herhangi bir mekanik değişiklik olmadığı gözlenmiştir.

Şekil 2. Titanyum vidanın XPS analiz sonuçları. Plazma işlemi uygulanmış numuneler; (sol), plazma uygulanmamış numuneler; (sağ). Atmosferik basınçlı plazma işlemi uygulanan implant yüzeyinde oksijen pikinde artış ve karbon pikinde azalma gözlenmiştir.

Şekil 3. Saf suyun damlatıldığı implant yüzeyinin görüntüsü. Plazma işlemi uygulanmış numuneler; (a), plazma uygulanmamış numuneler; (b). Temas açısı ölçüldüğünde, plazma uygulanmamış implant yüzeyi hidrofobiklik gösterirken, plazma işlemi uygulanmış implant yüzeyi süperhidrofiliklik göstermiştir.

Şekil 4. Titanyum disklerdeki RBMC’lerin SEM görüntüleri. Plazma işlemi uygulanmış numuneler; (a,c), plazma uygulanmamış numuneler; (b,d). Plazma işlemi uygulanmış veya uygulanmamış titanyum yüzeyinde RBMC'lerin yapışması gözlenmiştir. İşlenmemiş titanyum yüzeyinde RBMC'lerin hücre prosesinde herhangi bir uzantı oluşumu gözlenmemiştir. Ancak, plazma işlemi ile RBMC'lerin morfolojisindeki değişiklikler gözlenmiştir. Yüksek büyütmede incelendiğinde, hücre sürecinde uzantılar izlenmiştir.

2.2. Hücre Morfolojisi

Titanyum diskin yüzeyine tutturulan RBMC'lerin (Rat Bone Marrow Cells; sıçan kemik iliği hücreleri) morfolojisi, kültürlemeden 6 saat sonra gözlenmiştir (Şekil 4). Atmosferik basınçlı plazma işleminin varlığına veya yokluğuna bağlı olarak titanyum yüzeyine ekilen hücrelerin şeklinde oluşan değişiklikler incelenmiştir. RBMC'lerin oval şekli, işlenmemiş titanyum diskte açıkça görülmüştür. Güçlü genişlemenin gözlemlenmesi sırasında filamentli psödopodia (hareket ve beslenme için hücre yüzeyinde oluşan kol benzeri çıkıntılar) görülmemiştir. Atmosferik basınçlı plazma ile işlenmiş titanyum yüzeyindeki RBMC'lerin morfolojisi bir iğ şekline sahiptir. Güçlü genişleme gözlemleri, filamentli psödopodianın kazanıldığını ortaya koymuştur. Atmosferik basınçlı plazma işlemi uygulanarak hücre yapışmasının arttırıldığı açıkça ortaya konulmuştur.

2.3. RBMC'ler için Hücre İçi ROS Seviyesi 

Plazma işlemi uygulanmış titanyum yüzeyindeki RBMC'lerde hücre içi reaktif oksijen türleri (ROS; Reactive Oxygen Species) gözlenmemiştir. Plazma işlemi yapılarak malzemenin yüzeyinde aktif oksijenin üretildiği ve hücrelerin kolayca büyüyebileceği bir ortamın oluştuğu gösterilmiştir (Şekil 5).

Şekil 5. Titanyum disklerdeki RBMC’lerin ROS görüntüleri. Plazma işlemi uygulanmış numuneler; (a), plazma uygulanmamış numuneler; (b). Her iki grupta da titanyum yüzey formuna RBMC'lerin yapışması gözlenmiştir (mavi; RBMC’lerin DNA’sı). Plazma uygulanmamış titanyum numuneleri üzerindeki RBMC’lerde ROS izlenmiştir (pembe; ROS). Atmosferik basınçlı plazma ile işlenen titanyum yüzeyinde ROS varlığı ayırt edilmemiştir.

2.4. Titanyum Yüzeylerde Plazma Kaynaklı In Vivo Kemik Farklılaşması

Şekil 6, implantasyondan 8 hafta sonra çıkarılan sıçan femurunun üç boyutlu bilgisayarlı tomografi (CT) ile yapılan analiz sonuçlarını göstermektedir. CT görüntülerinden test grubunun büyük miktarda yeni kemik oluşumu sergilediği anlaşılmaktadır. İlgili bölge (ROI) içindeki nicel değerlendirme Şekil 7'de gösterilmiştir. ROS analizi sonuçlarından, implant çevresindeki yeni kemik miktarının, atmosferik basınçlı plazma ile işlenen titanyum vidada, plazma uygulanmayan gruptan önemli ölçüde daha üstün olduğu görülmektedir (Şekil 7).

Şekil 6. İmplantasyondan 8 hafta sonra çıkarılan, sıçan uyluk kemiği (femur) etrafındaki titanyum vidanın CT görüntüleri. Plazma işlemi uygulanmış numuneler; (a), plazma uygulanmamış numuneler; (b). Plazma uygulanan implantların CT görüntüleri büyük miktarda yeni kemik oluşumu göstermiştir.

Şekil 7. Kemik hacmi (BV)/doku hacmi (TV) (a), ortalama trabeküler sayı (Tb.N) (b) ve ortalama trabeküler kalınlık (Tb.Th) (c) kontrol implant grubuna kıyasla test implant grubunda anlamlı olarak daha yüksektir (p < 0.05). Diğer yandan, ortalama trabeküler ayrılma (Tb.Sp) (d), plazma uygulanmamış implantlara kıyasla plazma uygulanan titanyum implantlarda önemli ölçüde daha düşük bir değer sergilemiştir.

İmplantın yerleştirildiği femurdan hazırlanan kalsiyum uzaklaştırma yapılmamış bir numune Şekil 8'de gösterilmektedir. Şekil 8'de plazma ile işlenmiş titanyum implant vidasının yüzeyinde oluşan yeni kemik miktarının büyük olduğu açıkça görülmektedir. Bu ölçüm alanında yapılan nicel analizin sonucu Şekil 9'da gösterilmiştir. Nicel analizle hesaplanan kemik alanı (BA) ve kemik implant temas (BIC) değerleri deney grubunda önemli ölçüde daha yüksektir (p < 0.05).

İmplantasyondan 4 ve 8 hafta sonra floresan etiketler enjekte edilmiş ve bir konfokal lazer tarama mikroskobu ile dinamik doku morfometrisi gözlemlenmiştir. Alizarin kırmızısı S’i (4 hafta) ve oksitetrasiklin hidroklorürü (8 hafta) temsil eden renkli lineer sinyaller gösterilmiştir. Floresanla boyanmış yeni kemikler arasındaki mesafenin her ölçüm zamanında gözlenmesi, plazma işlemi uygulanmış titanyum implant vida yüzeyinde oluşan yeni kemik miktarının tüm haftalarda yüksek olduğunu göstermiştir (Şekil 10). Ayrıca, bu analiz görüntüsünün nicel analizi, deney grubunda etiketli antikorla boyanmış kemik alanı (işaretli kemik alanı yüzdesi; %LBA) oranının yüksek olduğunu göstermiştir. Ek olarak, plazma ile işlenen grubun, nispeten erken oluşan büyük miktarda yeni kemiğe sahip olduğu görülmektedir (Şekil 11).

Şekil 8. İmplantasyondan 8 hafta sonra implant çevresindeki kemik dokusunun histopatolojik görüntüsü. Plazma işlemi uygulanmış numuneler; (a), plazma uygulanmamış numuneler; (b). Beyaz okla gösterilen kısım yeni kemik oluşumunu göstermektedir. Şekilde plazma ile işlenen implant vidasının çevresinde oluşan yeni kemik miktarının fazla olduğu görülmektedir.

Şekil 9. Plazma işlemli ve işlem görmemiş titanyum vidalarda implant çevresinde yeni oluşan kemiğin analizi. Her iki ölçümün sonuçlarından kemik alanı oranı (BA) (a) ve kemik-implant temasının (BIC) (b) kantitatif histomorfometrik analizi kullanılarak, plazma işlemi uygulanmış implant malzemesinin yüzeyinde oluşan yeni kemik miktarının büyük olduğu netleştirilmiştir.

Şekil 10. Konfokal lazer tarama mikroskobu ile gözlenen floresan etiket ve dinamik doku morfometrisi. Plazma işlemi uygulanmış numuneler; (a), plazma uygulanmamış numuneler; (b). Kırmızı doğrusal sinyal implantasyondan 4 hafta sonrasını ve mavi doğrusal sinyal implantasyondan 8 hafta sonrasını göstermektedir. Çizgiler arasındaki mesafe ile gösterilen yeni kemik kütlesinin, plazma ile işlenmiş titanyum implant yüzeyinde yüksek olduğu görülmektedir.

Şekil 11. Etiketli antikor ile boyanmış kemik bölgesinin nicel analiz sonucu. İmplantasyondan 4 ve 8 hafta sonra yapılan her iki analiz sonucu, atmosferik basınçlı plazma işlemi uygulanan grubun büyük miktarda yeni kemik oluşumuna sahip olduğunu ortaya çıkarmıştır (p < 0.05).

Tartışma

Daha önceki çalışmalarda in vitro düzeyde titanyum metal yüzeyinde piezobrush kullanılarak yapılan plazma işleminin implantı çevreleyen dokuda sert doku oluşumuna katkı sağladığı tarafımızdan gösterilmişti. Bu yöntem titanyum implant vidasına uygulanıp sıçan uyluk kemiğine implante edildiğinde, implant malzemesinin yüzeyi çevresinde önemli miktarda yeni kemik oluştuğu ortaya konulmuştur. Atmosferik basınçlı plazma uygulanan titanyum yüzey incelendiğinde, malzeme yüzeyine hidrofiliklik kazandırıldığı, titanyum yüzeyindeki oksidatif stresin azaldığı ve hücre uzamasının varlığı gözlemlenmiştir. Daha önceki raporlara ek olarak bu sonuç, atmosferik basınçlı plazma işleminin klinisyenlere önerilebilecek bir yöntem olduğunu düşündürmektedir.

İmplant yüzeyinin özellikleri, yalnızca hücre yapışması ve gelişimi üzerinde değil, aynı zamanda hücre farklılaşması ve ekspresyonu üzerinde de derin etkiye sahiptir. Genel olarak, pürüzlü bir yüzey, ayna gibi bir yüzeyden daha güçlü bir hücre yapışma kuvvetine sahiptir. Önceki çalışmalarda, titanyuma konsantre alkali uygulamasının, titanyum yüzeyinde nanometre ölçekli bir mekanik yapı oluşturduğu, bunun da RBMC'lerin ilk yapışma kabiliyetini ve sert doku farklılaşmasını indükleme kabiliyetini geliştirmeye yardımcı olduğu tarafımızdan gösterilmişti [16-18]. Aynı zamanda, malzeme yüzeyinin yüzey dokusunun, RBMC'lerin ilk yapışması ve kinetiğinde büyük ölçüde etkili olduğu ifade edilmişti. Yüzey özellikleri arasında hidrofilikliğin, hücre yapışması ile büyük bir korelasyonu olduğu belirtilmişti. Birçok çalışma, hücrelerin ilk yapışmasının, çoğalmasının ve farklılaşmasının yüksek hidrofilik malzemelerin yüzeyinde artma eğiliminde olduğunu bildirmiştir [1-10].  Genel olarak UV işlemi ve atmosferik basınçlı plazma işlemi, implant malzemesinin yüzeyine hidrofiliklik kazandırabilen klinik yöntemlerin örneklerindendir [44-47]. Bunlar arasında atmosferik basınçlı plazma işlemi, genellikle iyonlaştırıcı elektronlar ve katyonlar olgusunu kullanarak, esasen oksijene yüksek bir voltaj uygulama yoluyla malzeme modifikasyonu için kullanılmaktadır. Hızlandırılmış elektronlar, aktif oksijen üretmek için oksijen moleküllerinin atomlar arası bağlarını koparır. Atmosferik basınçlı plazma işleminin mekanizması, bu aktif oksijenin, malzemenin yüzeyinde adsorbe edilen hidrofobik organik maddeleri ayrıştırması ve malzeme yüzeyine süper hidrofiliklik kazandırmasıdır. Önceki çalışmalarda, titanyum yüzeye piezobrush kullanarak atmosferik basınçlı plazma işlemi uygulanmasının, RBMC'lerin ilk yapışmasını ve sert doku farklılaşmasını indükleme kabiliyetini geliştirmek için in vitro düzeyde yararlı olduğu tarafımızdan bildirilmişti [41-44]. Bu çalışmada, titanyum yüzeyler üzerinde atmosferik basınçlı plazma işleminin etkisi in vivo değerlendirme için araştırılmıştır. Ujino'nun [41] çalışmasına benzer şekilde, titanyum vidanın yüzey yapısı değişmemiştir ve karbonun malzeme yüzeyinin süperhidrofilik olduğunu belirten yüzeydeki kontaminasyon durumunu gösterdiği gözlenmiştir. Plazma işlemi, implant malzemeleri olan temel titanyum ve zirkonya materyalinin yüzeyine hidrofilik fonksiyonel gruplar getirir. Osseointegrasyonda yer alan çeşitli hücreler ve proteinler nakledilen implant malzemesinin yüzeyine yapışır. Bu öğelerin, hidrofiliklik kazandırılan malzeme yüzeyinde kolayca adsorbe edildiği bildirilmiştir. Malzemenin yüzeyine hidrofiliklik kazandırmak için yüzeydeki kirleticilerin çıkarılması ve yüzey enerjisinin arttırılması gereklidir. UV işlemi ile karşılaştırıldığında, atmosferik basınçlı plazma işlemi daha güçlü plazma enerjisine sahiptir, bu nedenle uzaklaştırılan organik kirletici miktarının büyük olduğu söylenebilir. Bu deneyde de benzer sonuçlar gösterilmiş ve plazma işleminin implant vidasının yüzeyinden kirleticileri çıkardığı ve hidrofiliklik kazandırdığı görülmüştür. Osseointegrasyonun hızlandırılması için titanyum yüzeylerin her zaman temiz olması sağlanmalıdır. Çeşitli çalışmalarda ROS’un, malzemelerin yüzeyinde adsorbe edilen organik kirleticileri ayrıştırma yeteneğine sahip olduğu bildirilmiştir. İmplant tedavisi cerrahi prosedürleri içerdiğinden, implantı çevreleyen dokuda oluşan iltihabın oksidatif strese bağlı olduğu belirtilmektedir [48,49]. Aşırı miktarların hücre apoptozisine (hücre ölümüne) ve doku iyileşmesini geciktirerek implant tedavisinin başarısız olmasına neden olduğu bilinmektedir. Oksidatif stresin varlığı, implant yerleşimini çevreleyen dokuda yeni kemik oluşumunu önleyebilir. Oksidatif stresin bastırılması, RBMC'ler için iyi bir büyüme ortamı sağlar. Bu çalışmada, titanyum yüzeyinde plazma işlemi ile aktif oksijen oluştuğu için oksidatif stresin azaldığı açıklanmıştır. Bu nedenle, RBMC'lerin ilk davranışındaki değişikliğin ROS baskılanması, kirleticilerin uzaklaştırılması ve süperhidrofilikliğin kazandırılmasından kaynaklandığı sonucuna varılmıştır. Bu deneyde, RBMC'lerin başlangıç davranışı, RBMC'lerle temastaki bir titanyum yüzeyinin SEM gözlemi kullanılarak araştırılmıştır [40,50,51]. İşlenmemiş malzeme yüzeyinde, RBMC'ler küresel bir morfoloji göstermiştir. Bununla birlikte, atmosferik basınçlı plazma ile işlenen malzemenin yüzeyinde hücre çıkıntılarının uzaması gözlemlenmiştir. RBMC'lerden osteoblastlara farklılaşma sürecinde aktin hücre iskeletindeki yapısal değişikliklere eşlik eden hücre çekirdeğine bilgi aktarımının önemli olduğu bildirilmiştir. Bu çalışmanın sonuçları benzerdir ve önceki raporlarla birlikte, atmosferik basınçlı plazma işlemine tabi tutulan titanyum yüzeyin RBMC'ler için bir büyüme ortamı olarak uygun olduğu düşünülebilir. Bu çalışmada, titanyum yüzey, malzemenin yüzeyindeki kirlilikleri uzaklaştırmak ve oksidatif stresi azaltmak için atmosferik basınçlı plazma ile işlenerek hücrelerin kolayca büyüyebileceği bir ortam oluşturulmuştur. RBMC'lerin kullanıldığı SEM analizinden, bu uygulamanı RBMC'lerin yapışmasını desteklemede etkili olduğu açıklığa kavuşturulmuştur.

Bu çalışmanın in vivo değerlendirmesinde kullanılan sıçan (rat) femur modeli, implant yüzeyinin süngerimsi kemiğe temas ettiği arayüzde kemik dokusu oluşumunu değerlendirmek içindir. Sıçanlarda  yeni kemik oluşum periyodu yaklaşık 8 haftadır ve bu, çalışmanın süresi açısından uygundur. Kemik dokusuna temas eden implant yüzeyinin ilk reaksiyonunun, sonraki osseointegrasyonda rol oynadığı düşünüldüğünden bu kez 4 hafta boyunca değerlendirilmesi tarafımızdan tercih edilmiştir. Bu nedenle, bu çalışma implantasyondan 4 ve 8 hafta sonra olmak üzere iki aşamada yürütülmüştür [21,40,42,43]. Çeşitli çalışmalardan açıkça görülmektedir ki, in vivo düzeyde bile, hidrofiliklik kazandırılan implant malzemesinin yüzeyindeki kemik bağı, işlenmemiş implant malzemesinin yüzeyinden daha iyi olmuştur. Bu çalışma, tüm in vivo değerlendirmelerde, atmosferik basınçlı plazma kullanılarak işlenen titanyum vidalarla yüksek neoplastik kemik oluşumunu göstermiştir. Ujino ve diğ., atmosferik basınçlı plazma ile işlenen titanyum plakanın, sert doku farklılaşmasının indüklenmesi ile ilgili belirteçlerin ekspresyon seviyesini iyileştirdiğini ortaya koymuştur [27]. Plazma ile işlenmiş implant malzemesinin yüzeyindeki yeni kemik oluşumu, ilk kemik reaksiyonu ile yakından ilişkilidir ve in vivo analiz ile tutarlı olduğu düşünülmektedir. 4. haftada yeni kemik oluşumunda kesin bir fark gözlenmiştir. Ujino ve diğ. [27], materyalin yüzeyine RBMC'lerin damlatılmasından 3 ila 4 hafta sonra kalsifikasyonun genetik belirteçlerinde açık bir fark olduğunu göstermişlerdir. Kalsifikasyon hızındaki bu artan eğilimin in vivo düzeyde bir farklılığa neden olduğu tahmin edilmektedir. Yukarıda bahsedildiği gibi, in vitro ve in vivo çalışmalar bağdaşmaktadır ve tarafımızdan yapılan önceki çalışmalarda kemik iliği hücrelerinin materyal yüzeyindeki ilk davranışındaki değişiklikler, implantı çevreleyen dokudaki yeni kemiğe aittir. Oluşum miktarında artışa dahil olduğu düşünülmektedir. Bu deneyde kullanılan sıçanların hiçbirinde enfeksiyon gözlenmemiş ve sert doku farklılaşmasını indükleme kabiliyetini yüksek tutarken antibakteriyel özelliklere sahip oldukları açıklanmıştır. Uzun vadeli bir vizyondan yola çıkarak bu yöntemin implant materyalleri için bir modifikasyon cihazı olarak faydalı olması beklenebilir. Bununla birlikte, bu materyalin klinik ortamlarda gerçekten yararlı olması için, av köpeği gibi büyük hayvanlar üzerinde yapılan çalışmalara ihtiyaç vardır ve nihayetinde insanlara uygulanması düşünülmelidir. Piezobrush'ın küçük ve nispeten basit olması nedeniyle klinisyenler için önemli bir cihaz olacağı ve diş kliniklerinde kesinlikle yardımcı olacağı öngörülmüştür.

Daha önceki çalışmalarda, saf titanyum metal yüzeyinde piezobrush kullanılarak yapılan plazma uygulamasının implantı çevreleyen dokuda sert doku oluşumuna katkıda bulunduğu tarafımızdan in vitro düzeyde gösterilmişti.

Materyal ve metot

4.1. Numune Hazırlama

 Deney numuneleri iki gruba ayrılmıştır: Atmosferik basınçlı plazma ile işlenmiş grup ve işlenmemiş grup. Bu çalışmada in vitro titanyum numuneler (JIS Grade 2, 15 mm çap ve 1 mm kalınlık, Daido Steel, Osaka, Japonya) ve titanyum vida implantları (1,2 mm dış çap ve 12 mm uzunluk, Daido Steel, Osaka, Japonya) kullanılmıştır. Titanyum yüzey üzerindeki plazma işlemleri, bir piezobrush® PZ2 (Relyon Plasma GmbH, Regensburg, Almanya) kullanılarak gerçekleştirilmiştir. Plazma işlemi, atmosferik basınçlı, düşük sıcaklıktaki plazma işlemiyle 10 mm'de 30 saniye boyunca ışınlama (0,2 MPa) altında aktif gaz kullanılarak yapılmıştır. Titanyum yüzeyini gözlemlemek için taramalı elektron mikroskobu (SEM, S-4800; Hitachi, Tokyo, Japonya) ve bir taramalı prob mikroskobu (SPM, SPM-9600; SHIMADZU, Kyoto, Japonya) kullanılmıştır. Numunelerin bileşenlerini analiz etmek için X-ışını fotoelektron spektroskopisi (XPS) (Kratos Analytical Axis Ultra DLD elektron spektrometresi; Kratos Instruments, Manchester, UK) kullanılmıştır. Test ve kontrol implantlarının temas açısı ölçümleri, bir video temas açısı ölçüm sistemi (SImage Entry 6; Excimer Inc., Kanagawa, Japonya) kullanılarak yapılmıştır. Titanyum implantların yüzey işleminin hemen akabinde, 2,6 µL damıtılmış su damlatıldıktan sonra ölçüm yapılmıştır.

4.2. Hücre Kültürü

Bu çalışmadaki hayvan deneyleri, Osaka Dental Üniversitesi'ndeki hayvan deneyleri kılavuzlarına uygun olarak gerçekleştirilmiştir (onay no. 20-08001). RBMC'ler, 8 haftalık Sprague-Dawley (SD) sıçanlarının (SHIMIZU Laboratory Supplies Co., Kyoto, Japonya) femurlarından elde edilmiştir. Sıçan uyluk kemiğinden birincil bir kemik iliği hücresi kültürü oluşturma yöntemi, önceki yayınımızdaki şekilde uygulanmıştır. Üçüncü nesil kemik iliği hücreleri, plazma ile işlenmiş ve işlenmemiş olan titanyum içine ekilmiştir. Kültürleme için yine önceki yayınımızdaki yöntem tercih edilmiştir.

4.3. Hücre Morfolojisi

RBMC'ler numuneler üzerine 4 x 104 hücre/cm2 yoğunlukta ekilmiştir. Bir hücrenin fosfat tamponlu fizyolojik salin (PBS) ile yapıştırıldığı numuneler yıkanmış, %4 glutarik aldehit ile sabitlenmiş ve 6 saatlik kültürden sonra adım adım etanol serisi ile kurutulmuştur. Plazma işlemine tabi tutulmuş ve işlem görmemiş titanyum yüzeye yapışan hücrenin formu SEM ile gözlemlenmiştir.

4.4. RBMC'lerin Hücre İçi ROS Düzeyi

Hücre içi ROS seviyeleri, CellROX® oksidatif stres reaktifi (C10422, Thermo Fisher Life Technologies Ltd., Tokyo, Japonya) kullanılarak belirlenmiştir. Test ve kontrol titanyum disklerinin RBMC'ler üzerindeki ROS seviyeleri renklendirilmiş ve konfokal lazer tarama mikroskobu (LSM 700, Carl Zeiss, City, Zeiss, Almanya) ile gözlemlenmiştir.

4.5. Sıçan Distal Femur Modeli In Vivo

Bu çalışmada 20 erkek SD sıçanı (Shimizu Laboratory Supplies Co., Kyoto, Japonya; 8 haftalık, 160 ± 15 g ağırlığında) kullanılmıştır (test grubu; 10 sıçan, kontrol grubu; 10 sıçan). Bu çalışmadaki in vivo analiz, tarafımızdan yapılmış olan önceki çalışmalara [21,24,42,43] dayanmaktadır. Hayvanlara inhalasyon anestezisi ve ardından intraperitoneal anestezik enjeksiyonu (1.5 mL/kg) uygulanmıştır. Sağ arka bacaktaki tüyler tıraş edilmiş ve cilt iyotla dezenfekte edilmiştir, ardından bölge iyodu çıkarmak amacıyla %75 etanol ile temizlenmiştir. Diz ekleminin orta kısmı boyunca 1 cm uzunluğunda longitudinal cilt kesisi yapılmış ve deri altı bağ doku kesilmiştir. Dizkapağı ve uzatıcı kas mekanizmaları daha sonra femurun distal görünümünü ortaya çıkarmak için parçalara ayrılmıştır. Bol steril salin (madeni tuzlu ilaç) akışı altında 1 mm'lik yuvarlak diş frezi kullanılarak interkondiler çentikten bir pilot delik açılmış ve delik bir endodontik eğe (yumuşak doku törpüsü) ile 1,2 mm'ye genişletilmiştir. Etilen oksit gazı ile sterilize edilen implantlar, hazırlanan 20 kanala ve sağ femurun medüller (iliksi) boşluklarına rastgele yerleştirilmiştir. Ameliyattan sonra diz eklemi restore edilmiş ve ameliyat bölgesi katmanlar halinde kapatılmıştır. Hayvanlara, ameliyat sonrası enfeksiyonu önlemek ve ağrıyı hafifletmek için 3 gün boyunca gentamisin (1 mg/kg) ve buprenorfin (0.05 mg/kg) kas içi enjeksiyonları yapılmıştır. Tüm sıçanların herhangi bir kısıtlama olmaksızın serbest dolaşımına izin verilmiştir.

4.6. Ardışık Floresan Etiketleme

İmplantasyondan sonra yeni kemik oluşumu ve mineralizasyon sürecini kaydetmek için intraperitoneal florokrom enjeksiyonu kullanılarak kemiğin polikrom sıralı etiketlemesi aşağıdaki programa göre yapılmıştır: 4. hafta, alizarin kırmızısı S 30 mg/kg (Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, ABD) ve 8. hafta, oksitetrasiklin hidroklorür 25 mg/kg (Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, ABD). Tüm hayvanlar, son etiketleme işleminden 3 gün sonra aşırı dozda intraperitoneal sodyum pentobarbital ile öldürülmüştür.

4.7. TNS Modifiye Titanyum Yüzeyde In Vivo Plazma Kaynaklı Kemik Farklılaşması

Diseksiyondan (parçalara ayırma işleminden) hemen sonra, implantlar da dahil olmak üzere sağ femurlar soğuk bir salin solüsyonuna yerleştirilmiş ve 100 kV'da ve tüm uzaysal yönlerde 10 µm piksel boyutunda çalıştırılan bir mikro bilgisayarlı tomografi tarayıcısı (microCT, SkyScan 1275, Bruker, Kontich, Belçika) ile taranmıştır. Tomografik kayıtlardan sonra, implant ve çevreleyen doku morfometrik yazılım (TRI/3D-BON; Ratoc System Engineering, Tokyo, Japonya) kullanılarak yeniden yapılandırılmıi ve analiz edilmiştir. ROI, büyüme plakasının en yüksek noktasının 2 mm altından distal 100 dilime kadar implantların etrafındaki 500 µm genişliğindeki kemik alanı olarak tanımlanmıştır [32]. ROI içinde kemik hacim fraksiyonu (BV/TV), ortalama trabeküler sayı (Tb.N), ortalama trabeküler kalınlık (Tb.Th) ve ortalama trabeküler ayrılma (Tb.Sp) hesaplanmıştır.

Mikro-CT taramasından sonra, femoral numuneler, dekalsifiye edilmemiş histolojik kesitler oluşturmak için kullanılmıştır. Numuneler 7 gün boyunca %70 etanol solüsyonunda sabitlenmiş, ardından Villanueva kemik renklendiricisi solüsyonuna daldırılmıştır. Kesitler, bir BZ-9000 dijital mikroskop (Keyence Co., Osaka, Japonya) kullanılarak histomorfometrik olarak analiz edilmiştir. Floresan mikroskopisi aynı zamanda bir konfokal lazer tarama mikroskobu (LSM 700, Carl Zeiss, Jena, Almanya) kullanılarak da gerçekleştirilmiştir. Şelatlayıcı florokromların uyarma/emisyon dalga boyları, alizarin kırmızısı S (kırmızı) ve oksitetrasiklin hidroklorür (mavi) için sırasıyla 351/460 nm, 543/617 nm ve 488/517 nm’dir. Ölçüm bölgesi, mikro-CT analizine uygun olarak büyüme plakasının yaklaşık 2 mm altından 1 mm distale kadar olan bölümlerde tanımlanmıştır.

4.8. İstatistiksel Analiz

Tüm numunelerin dört kopyası hazırlanmıştır. Veriler ortalama ± standart sapma olarak sunulmuştur. Tüm analizlerde, eşleştirilmiş iki kuyruklu Student t testi (paired two tailed Student’s t-test) kullanılarak istatistiksel anlamlılık belirlenmiştir. İstatistiksel anlamlılık p < 0.05 olarak ayarlanmıştır. Çalışma tasarımı Şekil 12'de gösterildiği gibi planlanmıştır.

Sonuç

Önceki çalışmalara ek olarak, bu deneyin sonuçları, titanyum vidaya atmosferik basınçlı plazma işlemi uygulanarak implantı çevreleyen dokuda yeni kemik oluşum miktarının arttığını ortaya koymuştur. Bunun nedeni, atmosferik basınçlı plazma işleminin malzeme yüzeyinin ıslanabilirliğini iyileştirmesi ve ROS'u düşürmesidir. Sonuç olarak, in vivo değerlendirmede gösterilen sonuçla ilişkili görünen, malzeme yüzeyine bağlanan RBMC'lerin yapışma mukavemetindeki iyileştirmenin indüklendiği açıklığa kavuşturulmuştur. Bu cihaz hafif ve kullanımı kolay olduğu için klinisyenlere tavsiye edilebilecek bir cihaz olarak önerilebilir.

Şekil 12. Çalışma tasarımının gösterimi. Deneyler iki alana ayrılabilir. Biri titanyum yüzey üzerindeki atmosferik basınçlı plazma işleminin malzeme yüzeyini nasıl etkilediğini doğrulamaktır. Diğeri, sıçan uyluk kemiği kullanılarak yapılan bir in vivo analizdir. İmplantasyondan dört hafta sonra, etiketli bir antikor olarak alizarin kırmızısı enjekte edilmiş, sekiz haftada kalsein enjekte edilmiş ve hastaya ötenazi uygulanmıştır. Femur implant ile birlikte çıkarılmış ve CT analizi ile histolojik analiz yapılmıştır.

Ek bilgiler

Yazar Katkıları: Kavramsallaştırma ve metodoloji, S.K. ve H.N.; araştırma, H.T. ve S.T.; biçimsel analiz, H.T. ve AM; orjinal taslağın yazımı, H.T. ve S.K. Tüm yazarlar makalenin yayınlanacak versiyonunu okumuş ve kabul etmiştir.

Finansman:  Bu çalışma, Japonya Bilimi Teşvik Derneği tarafından finanse edilmiştir (hibe numaraları: 18K09713 ve 21K09966).

Bilgilendirilmiş Rıza Beyanı:  Söz konusu değildir.

Veri Kullanılabilirlik Bildirimi:  Bu çalışmada sunulan veriler, talep üzerine ilgili yazardan temin edilebilir.

Teşekkür:  Yazarlar, Hareketli Protez ve Oklüzyon Departmanına nazik tavsiyeleri ve yardımları için teşekkür eder.

Çıkar Çatışması:  Yazarlar herhangi bir çıkar çatışması beyan etmemektedir.

  1. Smeets, R.; Stadlinger, B.; Schwarz, F.; Beck-Broichsitter, B.; Jung, O.; Precht, C.; Kloss, F.; Gröbe, A.; Heiland, M.; Ebker, T. Impact of Dental Implant Surface Modifications on Osseointegration. Biomed. Res. Int. 2016. [CrossRef]
  2. Liu, X.; Chen, S.; Tsoi, J.K.H.; Matinlinna, J.P. Binary Titanium Alloys as Dental Implant Materials—A Review. Regen. Biomater. 2017, 4, 315–323. [CrossRef] [PubMed]
  3. Gehrke, S.A.; Cavalcanti de Lima, J.H.; Rodriguez, F.; Calvo-Guirado, J.L.; Aramburú Júnior, J.; Pérez-Díaz, L.; Mazón, P.; Aragoneses, J.M.; De Aza, P.N. Microgrooves and Microrugosities in Titanium Implant Surfaces: An In Vitro and In Vivo Evaluation. Materials 2019, 12, 1287. [CrossRef] [PubMed]
  4. Yoshinari, M.; Matsuzaka, K.; Inoue, T.; Oda, Y.; Shimono, M. Bio-functionalization of titanium surfaces for dental implants. Mater. Trans. 2002, 43, 2494–2501. [CrossRef]
  5. Dohan Ehrenfest, D.M.; Coelho, P.G.; Kang, B.-S.; Sul, Y.-T.; Albrektsson, T. Classification of Osseointegrated Implant Surfaces: Materials, Chemistry and Topography. Trends Biotechnol. 2010, 28, 198–206. [CrossRef]
  6. An, N.; Rausch-fan, X.; Wieland, M.; Matejka, M.; Andrukhov, O.; Schedle, A. Initial attachiment, subsequent cell proliferation/viability and gene expression of epithelial cells related to attachment and wound healing in response to different titanium surfaces. Dent. Mater. 2012, 28, 1207–1214. [CrossRef] [PubMed]
  7. Zareidoost, A.; Yousefpour, M.; Ghaseme, B.; Amanzadeh, A. The relationship of surface roughness and cell response of chemical surface modification of titanium. J. Mater. Sci. Mater. Med. 2012, 23, 1479–1488. [CrossRef]
  8. Huang, H.-H.; Ho, C.-T.; Lee, T.-H.; Lee, T.-L.; Liao, K.-K.; Chen, F.-L. Effect of surface roughness of ground titanium on initial cell adhesion. Biomol. Eng. 2004, 21, 93–97. [CrossRef] [PubMed]
  9. Räisänen, L.; Könönen, M.; Juhanoja, J.; Varpavaara, P.; Hautaniemi, J.; Kivilahti, J.; Hormia, M. Expression of cell adhesion complexes in epithelial cells seeded on biomaterial surfaces. J. Biomed. Mater. Res. 2000, 49, 79–87. [CrossRef]
  10. Lauer, G.; Wiedmann-Al-Ahmad, M.; Otten, J.E.; Hübner, U.; Schmelzeisen, R.; Schilli,W. The titanium surface texture effects adherence and growth of human gingival keratinocytes and human maxillar osteoblast-like cells in vitro. Biomaterials 2001, 22, 2799–2809. [CrossRef]
  11. Baharloo, B.; Textor, M.; Brunette, D.M. Substratum roughness alters the growth, area, and focal adhesions of epithelial cells, and their proximity to titanium surfaces. J. Biomed. Mater. Res. Part A 2005, 74, 12–22. [CrossRef] [PubMed]
  12. Wieland, M.; Textor, M.; Spencer, N.D.; Brunette, D.M. Wavelength-dependent roughness: A quantitative approach to characterizing the topography of rough titanium surfaces. Int. J. Oral Maxillofac. Implants 2001, 16, 163–181.
  13. Boyan, B.D.; Bonewald, L.F.; Paschalis, E.P.; Lohmann, C.H.; Rosser, J.; Cochran, D.L.; Dean, D.D.; Schwartz, Z.; Boskey, A.L. Osteoblast-mediated mineral deposition in culture is dependent on surface microtopography. Calcif. Tissue Int. 2002, 71, 519–529. [CrossRef]
  14. Poh, C.K.; Shi, Z.; Lim, T.Y.; Neoh, K.G.;Wang,W. The effect of VEGF functionalization of titanium on endothelial cells in vitro. Biomaterialsl 2010, 31, 1578–1585. [CrossRef]
  15. Jayaraman, M.; Meyer, U.; Bühner, M.; Joos, U.;Wiesmann, H.P. Influence of titanium surfaces on attachment of osteoblast-like cells in vitro. Biomaterials 2004, 25, 625–631. [CrossRef]
  16. Komasa, S.; Taguchi, Y.; Nishida, H.; Tanaka, M.; Kawazoe, T. Bioactivity of nanostructure on titanium surface modified by chemical processing at room temperature. J. Prosthodont. Res. 2012, 56, 170–177. [CrossRef] [PubMed]
  17. Xing, H.; Komasa, S.; Taguchi, Y.; Sekino, T.; Okazaki, J. Osteogenic activity of titanium surface with nanonetwork structures. Int. J. Nanomed. 2014, 9, 1741–1755. [CrossRef] [PubMed]
  18. Fujino, T.; Taguchi, Y.; Komasa, S.; Sekino, T.; Tanaka, M. Cell differentiation on nanoscale feature of a titanium surface: Effects of deposition tme in NaOH solution. J. Hard Tissue Boil. 2014, 23, 63–70. [CrossRef]
  19. Nakano, Y.; Komasa, S.; Taguchi, Y.; Sekino, T.; Okazaki, J. Rat endothelial cell attachment, behavior and gene expression on NaOH-treated titanium surfaces. J. Oral Tissue Eng. 2013, 11, 189–200.
  20. Hara, Y.; Komasa, S.; Yoshimine, S.; Nisizaki, H.; Okazaki, J. Effect of Nano modified titanium surface on adsorption of rat periodontal ligament cells. J. Osaka Dent. Univ. 2018, 52, 37–44.
  21. Terada, C.; Komasa, S.; Kusumoto, T.; Kawazoe, T.; Okazaki, J. Effect of amelogenin coating of a nano-modified titanium surface on bioactivity. Int. J. Mol. Sci. 2018, 19, 1274. [CrossRef] [PubMed]
  22. Zhang, H.; Komasa, S.; Mashimo, C.; Sekino, T.; Okazaki, J. Effect of ultraviolet treatment on bacterial attachment and osteogenic activity to alkali-treated titanium with nanonetwork structures. Int. J. Nanomed. 2017, 12, 4633–4646. [CrossRef] [PubMed]
  23. Nishizaki, M.; Komasa, S.; Taguchi, Y.; Nishizaki, H.; Okazaki, J. Bioactivity of NANOZR induced by alkali treatment. Int. J. Mol. Sci. 2017, 18, 780. [CrossRef]
  24. Komasa, S.; Nishizaki, M.; Zhang, H.; Takao, S.; Yin, D.; Terada, C.; Kobayashi, Y.; Kusumoto, T.; Yoshimine, S.; Nishizaki, H.; et al. Osseointegration of alkali-modified NANOZR implants: An in vivo study. Int. J. Mol. Sci. 2019, 20, 842. [CrossRef] [PubMed]
  25. Komasa, S.; Nisizaki, M.; Kusumoto, T.; Terada, C.; Derong, Y.; Kawamoto, A.; Yamamoto, S.; Yoshimine, S.; Nisizaki, H.; Shimizu, H.; et al. Osteogenesis-related gene expression on alkalimodified NANOZR and titanium surfaces with nanonetwork structures. J. Bio-Integr. 2017, 7, 87–94.
  26. Stevens, N.; Priest, C.I.; Sedev, R.; Ralston, J. Wettability of photoresponsive titanium dioxide surfaces. Langmuir 2003, 19, 3272–3275. [CrossRef]
  27. Adawiyah, J.H.; Zainab, N.J.; Imad, H.M.; Al-Hussaini, I.H. Review on: Titanium dioxide applications. Energy Procedia 2019, 157, 17–29.
  28. Ohler, B.; Langel, W. Molecular Dynamics Simulations on the Interface between Titanium Dioxide and Water Droplets: A New Model for the Contact Angle. J. Phys. Chem. C 2009, 113, 10189–10197. [CrossRef]
  29. Rupp, F.; Scheideler, L.; Olshanska, N.; de Wild, M.; Wielden, M.; Geis-Gerstorfer, J. Enhancing surface free energy and hydrophilicity through chemical modification of micro structured titanium implant surfaces. J. Biomed. Mater. Res. 2006, 76, 323–334. [CrossRef] [PubMed]
  30. Zhao, G.; Schwartz, Z.;Wieland, M.; Rupp, F.; Geis-Gerstorfer, J.; Cochran, D.L.; Boyan, B.D. High surface energy enhances cell response to titanium substrate microstructure. J. Biomed. Mater. Res. Part A 2005, 74, 49–58. [CrossRef]
  31. Aita, H.; Hori, N.; Takeuchi, M.; Suzuki, T.; Yamada, M.; Anpo, M.; Ogawa, T. The effect of ultraviolet functionalization of titanium on integration with bone. Biomaterials 2009, 30, 1015–1025. [CrossRef]
  32. Aita, H.; Att, W.; Ueno, T.; Yamada, M.; Hori, N.; Iwasa, F.; Tsukimura, N.; Ogawa, T. Ultraviolet light-mediated photofunctionalization of titanium to promote human mesenchymal stem cell migration, attachment, proliferation and differentiation. Acta Biomater. 2009, 5, 3247–3257. [CrossRef]
  33. Fridman, G.; Friedman, G.; Gutsol, A.; Shekhter, A.B.; Vasilets, V.N.; Fridman, A. Applied plasma medicine. Plasma Process Polym. 2008, 5, 503–533. [CrossRef]
  34. Schröder, K.; Finke, B.; Polak, M.; Lüthen, F.; Nebe, B.; Rychly, J.; Bader, R.; Lukowski, G.; Walschus, U.; Schlosser, M.; et al. Gas-discharge plasma-assisted functionalization of titanium implant surfaces. Mater. Sci. Forum 2010, 638–642, 700–705. [CrossRef]
  35. Coelho, P.G.; Giro, G.; Teixeira, H.S.; Marin, C.;Witek, L.; Thompson, V.P.; Tovar, N.; Silva, N.R.F.A. Argon-based atmospheric pressure plasma enhances early bone response to rough titanium surfaces. Journal of Biomedical Materials Research Part A 2012, 100A, 1901–1906. [CrossRef] [PubMed]
  36. Yeung, K.W.K.; Chan, R.Y.L.; Lam, K.O.; Wu, S.L.; Liu, X.M.; Chung, C.Y.; Chu, P.K.; Lu, W.W.; Chan, D.; Luk, K.D.K.; et al. In vitro and in vivo characterization of novel plasma treated nickel titanium shape memory alloy for orthopedic implantation. Surf. Coat. Technol. 2007, 202, 1247–1251. [CrossRef]
  37. Matsumoto, T.; Tashiro, Y.; Komasa, S.; Miyake, A.; Komasa, Y.; Okazaki, J. Effect of modification on adsorption behavior f cell and protein on titanium surface by using quartz crystal microbalance system. Materials 2021, 14, 97. [CrossRef]
  38. Perrin, D.; Szmukler-Moncler, S.; Echikou, C.; Pointaire, P.; Bernard, J.P. Bone response to alteration of surface topography and surface composition of sandblasted and acid etched (SLA) implants. Clin Oral Implants Res 2002, 13, 465–469. [CrossRef]
  39. Foest, R.; Kindel, E.; Ohl, A.; Stieber, M.; Weltmann, K.-D. Non-thermal atmospheric pressure discharges for surface modification. Plasma Phys. Control. Fusion 2005, 47, B525–B536. [CrossRef]
  40. Duske, K.; Koban, I.; Kindel, E.; Schröder, K.; Nebe, B.; Holtfreter, B.; Jablonowski, L.;Weltmann, K.D.; Kocher, T. Atmospheric plasma enhances wettability and cell spreading on dental implant metals. J. Clin. Periodontol. 2012, 39, 400–407. [CrossRef]
  41. Ujino, D.; Nisizaki, H.; Higuchi, S.; Komasa, S.; Okazaki, J. Effect of plasma treatment of titanium surface on bioactivity. Appl. Sci. 2019, 9, 2257. [CrossRef]
  42. Takao, S.; Komasa, S.; Agariguchi, A.; Kusumoto, T.; Pezzotti, G.; Okazaki, J. Effects of plasma treatment on the bioactivity of alkali-treated ceria-stabilised zirconia/alumina nanocomposite (NANOZR). Int. J. Mol. Sci. 2020, 21, 7476. [CrossRef]
  43. Zeng, Y.; Komasa, S.; Nishida, H.; Agariguchi, A.; Sekino, T.; Okazaki, J. Enhanced osseointegration and bio-decontamination of nanostructured titanium, based on non-thermal atmospheric pressure plasma. Int. J. Mol. Sci. 2020, 21, 3533. [CrossRef]
  44. Toffoli, A.; Parisi, L.; Tatti, R.; Lorenzi, A.; Verucchi, R.; Manfredi, E.; Lumetti, S.; Macaluso, G.M. Thermal-induced hydrophilicity enhancement of titanium dental implant surfaces. J. Oral Sci. 2020, 62, 217–221. [CrossRef]
  45. Guastaldi, F.P.S.; Yoo, D.; Marin, C.; Jimbo, R.; Tavor, N.; Zanetta-Barbosa, D.; Chelho, P.G. Plasma treatment maintains surface energy of the implant surface and enhances osseointegration. Int. J. Biomater. 2013. [CrossRef]
  46. Tallarico, M.; Baldini, N.; Gatti, F.; Martinolli, M.; Xhanari, E.; Meloni, S.M.; Gabriele, C.; Immacolata, L.A. Role of new hydrophilic surfaces on early success rate and implantstability: 1-year post-loading results of a multicenter, split-mouth, randomized controlled trial. Eur. J. Dent. 2021, 15, 001–007. [CrossRef]
  47. Park, J.-W.; Jang, J.-H.; Lee, C.S.; Hanawa, T. Osteoconductivity of hydrophilic microstructured titanium implants with phosphate ion chemistry. Acta Biomater. 2009, 5, 2311–2321. [CrossRef]
  48. Basu, S.; Michaëlsson, K.; Olofsson, H.; Johansson, S.; Melhus, H. Association between oxidative stress and bone mineral density. Biochem. Biophys. Res. Commun. 2001, 288, 275–279. [CrossRef] [PubMed]
  49. Liu, S.; Xu, L.; Zhang, T.; Ren, G.; Yang, Z. Oxidative stress and apoptosis induced by nanosized titanium dioxide in PC12 cells. Toxicology 2010, 267, 172–177. [CrossRef] [PubMed]
  50. Lee, J.-H.; Jeong, W.-S.; Seo, S.-J.; Kim, H.-W.; Kim, K.-N.; Choi, E.-H.; Kim, K.-M. Non-thermal atmospheric pressure plasma functionalized dental implant for enhancement of bacterial resistance and osseointegration. Dent. Mater. 2017, 33, 257–270. [CrossRef] [PubMed]
  51. Leon-Ramos, J.-R.; Diosdado-Cano, J.-M.; López-Santos, C.; Barranco, A.; Torres-Lagares, D.; Serrera-Figallo, M.-A. Influence of titanium oxide pillar array nanometric structure and ultraviolet irradiation on the properties of the surface of dental implants—A pilot study. Nanomaterials 2019, 9, 1458. [CrossRef] [PubMed]
Anasayfa » Yayınlar